Analytische Chemie
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Organisationseinheit der BAM
Pentaerythrityltetranitrat (PETN), ein in jüngster Vergangenheit häufig von Terroristen verwendeter Sprengstoff, ist äußerst schwer zu detektieren. Ein verbesserter Antikörper gegen PETN wurde durch Anwendung des Konzepts des bioisosteren Ersatzes entwickelt,indem ein Nitroester durch einen Carbonsäurediester ersetzt wurde. Biostere Moleküle haben eine ähnliche Struktur wie die Referenzsubstanz und zeigen eine vergleichbare biologische Wirkung. Dieser Ansatz führte zu polyklonalen Antikörpern mit extrem guter Selektivität und Sensitivität. Die Nachweisgrenze des Enzyme-Linked Immunosorbent Assays (ELISAs) beträgt 0,15 μg/L. Der Messbereich des Immunassays liegt zwischen 1 und 1000 μg/L. Die Antikörper sind sowohl hinreichend pH-stabil als auch robust gegen Lösungsmittelzusätze. Das Antiserum könnte auch für Schnelltests, Biosensoren, Mikro-Arrays und andere analytische Methoden verwendet werden.
Für die Umweltanalytik von Trinitrotoluol (TNT) wurde eine Hochdruckflüssigkeitschromatographie (HPLC)-kompatible Affinitätssäule hergestellt. Druckbeständiges, poröses Glas hat sich als ein hervorragendes Trägermaterial herauskristallisiert. Um selektive anti-TNT-Antikörper für die Herstellung der Affinitätssäule aus den beiden verwendeten TNT-Seren zu isolieren, wurde eine Trennung an einer Dinitrophenyl-Affinitätssäule durchgeführt. Zur Optimierung der Immobilisierungsmethode wurden orangefarbene Dabsyl -Proteine synthetisiert und auf der Oberfläche gebunden. Die Färbung wurde als Indikator für die Immobilisierungsdichte verwendet. Wegen der hohen Affinitätskonstanten der polyklonalen anti-TNT-Antikörper der beiden Seren (5,1 bzw. 2,3∙109 L/mol) lässt sich TNT durch eine typische saure Elution der TNT-Affinitätssäule nur schwer eluieren. Aus diesem Grund wurde eine neuartige Elutionsmethode entwickelt, die irreversible, denaturierende, thermische Online -Elution.
Diese eröffnet ein weites Anwendungsfeld, da so Affinitäten, die klass ischerweise aufgrund zu hoher Bindungskonstanten zwischen Ligand und Rezeptor nicht für die Affinitätschromatographie genutzt werden können, für die Analytik besser handhabbar werden. Die maximale Kapazität einer im Rahmen dieser Arbeit hergestellten Affinitätssäule (64,8 μL) betrug 650 ng TNT bzw. 10 μg/mL Säulenvolumen.
Um die Immobilisierungsdichte der produzierten Affinitätssäulen zu bestimmen, wurde ein neues Verfahren entwickelt, da die üblichen spektroskopischen Proteinbestimmungsmethoden aufgrund der hohen unspezifischen Wechselwirkung mit dem Trägermaterial zur Proteinbestimmung nicht geeignet waren. Zur Quantifizierung von Proteinen oder Peptiden,die auf festen Trägern immobilisiert sind, wurde auf Grundlage einer HPLC-Trennung der aromatischen Aminosäuren Tyrosin (Tyr) und Phenylalanin (Phe) ohne vorherige Derivatisierung eine gegenüber der klassischen Aminosäureanalytik vereinfachte HPLC/UV-Methode entwickelt. Die Hydrolyse der Proteine und Peptide wurde durch Einsatz von Mikrowellentechnik beschleunigt, sodass nur 30 Minuten statt ca. 22 Stunden für das Standardprotokoll benötigt wurden, bei dem ein Hydrolyseröhrchen verwendet wird. Zur internen Kalibrierung wurden zwei Standardverbindungen, Homotyrosin (HTyr) und 4-Fluorphenylalanin (FPhe) verwendet. Die Nachweisgrenze (limit of detection, LOD) bei 215 nm ist sowohl für Tyr als auch für Phe 0,05 μM (~ 10 μg/L). Dieses neue Verfahren, das als Aromatische Aminosäureanalyse (Aromatic Amino Acid Analysis, AAAA) bezeichnet werden kann, wurde zur Proteinbestimmung von homogenen Proben mit Rinderserumalbumin (BSA) des Nationalen Instituts für Standards und Technologie der USA (NIST) validiert, wobei die Nachweisgrenze für Proteine mit 16 mg/L (~ 300 ng BSA) mit gängigen spektroskopischen Verfahren vergleichbar ist. Es liefert incl. der Hydrolysestufe eine verbesserte Genauigkeit mit einer relativen Standardabweichung von ca. 5%.
Online immunocapture ICP‑MS for the determination of the metalloprotein ceruloplasmin in human serum
(2018)
The human copper-protein ceruloplasmin (Cp) is the major copper-containing protein in the human body. The accurate determination of Cp is mandatory for the reliable diagnosis of several diseases. However, the analysis of Cp has proven to be difficult. The aim of our work was a proof of concept for the determination of a metalloprotein-based on online immunocapture ICP-MS. The immuno-affinity step is responsible for the enrichment and isolation of the analyte from serum, whereas the compound-independent quantitation with ICP-MS delivers the sensitivity,
precision, and large dynamic range. Off-line ELISA (enzyme-linked immunosorbent assay) was used in parallel to confirm the elution profile of the analyte with a structure-selective method. The total protein elution was observed with the 32S mass trace. The ICP-MS signals were normalized on a 59Co signal. The human copper-protein Cp could be selectively determined. This was shown with pure Cp and with a sample of human serum. The good correlation with off-line ELISA shows that Cp could be captured and eluted selectively from the anti-Cp affinity column and subsequently determined by the copper signal of ICP-MS.
Preactivation Crosslinking - An Efficient Method for the Oriented Immobilization of Antibodies
(2019)
Crosslinking of proteins for their irreversible immobilization on surfaces is a proven and popular method. However, many protocols lead to random orientation and the formation of undefined or even inactive by-products. Most concepts to obtain a more targeted conjugation or immobilization requires the recombinant modification of at least one binding partner, which is often impractical or prohibitively expensive. Here a novel method is presented, which is based on the chemical preactivation of Protein A or G with selected conventional crosslinkers. In a second step, the antibody is added, which is subsequently crosslinked in the Fc part. This leads to an oriented and covalent immobilization of the immunoglobulin with a very high yield. Protocols for Protein A and Protein G with murine and human IgG are presented. This method may be useful for the preparation of columns for affinity chromatography, immunoprecipitation, antibodies conjugated to magnetic particles, permanent and oriented immobilization of antibodies in biosensor systems, microarrays, microtitration plates or any other system, where the loss of antibodies needs to be avoided, and maximum binding capacity is desired. This method is directly applicable even to antibodies in crude cell culture supernatants, raw sera or protein-stabilized antibody preparations without any purification nor enrichment of the IgG. This new method delivered much higher signals as a traditional method and, hence, seems to be preferable in many applications.
The trafficking of illegal drugs by criminal networks at borders, harbors, or airports is an increasing issue for public health as these routes ensure the main supply of illegal drugs. The prevention of drug smuggling, including the installation of scanners and other analytical devices to detect small traces of drugs within a reasonable time frame, remains a challenge. The presented immunosensor is based on a monolithic affinity column with a large excess of immobilized hapten, which traps fluorescently labeled antibodies as long as the analyte cocaine is absent. In the presence of the drug, some binding sites of the antibody will be blocked, which leads to an immediate breakthrough of the labeled protein, detectable by highly sensitive laser-induced fluorescence with the help of a Peltier-cooled complementary metal-oxide-semiconductor (CMOS) camera. Liquid handling is performed with high-precision syringe pumps and microfluidic chip-based mixing devices and flow cells. The biosensor achieved limits of detection of 7 ppt (23 pM) of cocaine with a response time of 90 s and a total assay time below 3 min. With surface wipe sampling, the biosensor was able to detect 300 pg of cocaine. This immunosensor belongs to the most sensitive and fastest detectors for cocaine and offers near-continuous analyte measurement.
Immobilized metal affinity chromatography (IMAC) is a widely used technique for purifying polyhistidine-tagged recombinant proteins. However, it often has practical limitations that require complex optimizations and additional steps for purification. In this study, we introduce functionalized corundum particles as a novel, efficient, and economical method for purifying recombinant proteins in a column-free format. The corundum surface is modified with amino silane APTES, followed by EDTA dianhydride, and then loaded with nickel ions. We used the Kaiser test to monitor the modification process and ICP-MS to quantify the metal-binding capacity. To evaluate the system, we used His-tagged protein A/G (PAG) mixed with bovine serum albumin (BSA). The corundum particles exhibited a binding capacity of approximately 3 mg of protein per gram of corundum or 2.4 mg per 1 mL of corundum suspension. We also examined cytoplasm obtained from different E. coli strains as an example of a complex matrix. Varying the imidazole concentration in the loading and washing buffers showed that higher concentrations during loading improved purity. Even with sample volumes as large as one liter, we successfully isolated recombinant proteins down to a concentration of 1 µg/mL. We found higher purity levels with corundum when comparing the corundum material to standard Ni–NTA agarose beads. We successfully purified His6-MBP-mSA2, a fusion protein comprising monomeric streptavidin and maltose-binding protein, from E. coli cytoplasm, demonstrating the method's applicability. We also purified SARS-CoV-2-S-RBD-His8 expressed in human Expi293F cells, confirming its suitability for mammalian cell culture supernatants. The material cost of the nickel-loaded corundum material (without regeneration) is estimated to be less than 30 cents per gram of functionalized support or 10 cents per milligram of isolated protein. Another advantage of this system is the exceptional physical and chemical stability of corundum particles. Overall, we have demonstrated that this novel material offers an efficient, robust, and cost-effective purification platform for His-tagged proteins, even in challenging, complex matrices and large sample volumes with low product concentrations. This method has potential applications in both small laboratories and large-scale industrial settings.